CULTIVO CELULAR II: DESDE LA INVESTIGACIÓN BÁSICA A SUS IMPLICANCIAS CLÍNICAS

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Dirigido a: estudiantes avanzados, profesionales y alumnos de postgrado de las carreras de Bioquímica, Farmacia, Ciencias Biológicas, Medicina y afines.

Fecha de Pre-inscripción: 1 al 15 de agosto de 2025

Fecha de Inscripción: hasta el 30/08 o hasta cubrir el cupo de alumnos.

Duración, carga horaria y fecha: 5 días presenciales con clases teóricas y prácticas (lunes a viernes), 45 horas reloj (fecha estimada 15 al 19/09 de 2025) y 30 horas para preparación de informes de actividades prácticas, lectura de bibliografía y estudio para examen final (fecha estimada 29/09/2025).

Modalidad: presencial, curso teórico con prácticas demostrativas en sala de cultivo celular (clases expositivas, actividades prácticas, lectura y discusión de papers, resolución de situaciones problema).

Arancel: El curso puede abonarse contado ($70.000) o bien en 2 cuotas sin interés (desde el 17/07 al 31/07 y la segunda cuota desde el 01/08 al 15/08). No se realizará reembolso.

Lugar de realización: IMBECU-CCT CONICET MENDOZA

Docentes:

Dra. Silvina Nadin: investigadora, docente a cargo del curso, IMBECU CCT CONICET Mendoza.

Dra. Flavia Bruna: profesional de apoyo de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza.

Dra. Niubys Cayado-Gutiérrez: investigador, IMBECU-CCT CONICET Mendoza.

Dr. Darío Cuello-Carrión: profesional de apoyo de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza. Dra. Mariel Fanelli: investigadora de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza.

Dra. Mariel Fanelli: investigadora de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza.

Dra. Marina Flamini: investigadora de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza.

Dra. Constanza López: investigadora de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza.

Dr. Juan Pablo Mackern: investigador de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza.

Dra. Virginia Pistone: investigadora de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza.

Dr. Matías Sánchez: investigador de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza.

Dra. Laura Vargas Roig: investigadora de CONICET IMBECU CCT CONICET Mendoza, docente Facultad de Ciencias Médicas, UNCuyo y de la Facultad de Medicina, Universidad de Mendoza.

Dra. Analía Redondo: profesional de apoyo de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza.

Dra. Laura Gómez: profesional de apoyo de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza.

Resumen:

El cultivo celular es una técnica específica que constituye una importante herramienta en la investigación, ya que brinda información relevante de procesos in vivo y de gran utilidad para la genética molecular, la virología, oncología, etc. Más aún, el uso del cultivo celular se ha extendido a nivel industrial para la generación de biofármacos, medicina regenerativa e incluso células madre. Su campo de aplicación continúa en expansión y sus implicancias presentes la convierten en una herramienta de trabajo esencial con grandes perspectivas a futuro. Este curso está dirigido a profesionales que quieran ampliar sus conocimientos sobre cultivo celular. Hará énfasis en procedimientos esenciales para el trabajo óptimo en cámaras de flujo laminar y manejo de cultivos en monocapa y en suspensión, atendiendo a las necesidades actuales del profesional o estudiante de postgrado y a los principios esenciales de la bioética para el trabajo con muestras humanas.

Objetivos

General

Conocer los fundamentos teórico-prácticos de las técnicas de cultivo celular eucariota, de la biología de la célula en cultivo y sus aplicaciones.

Objetivos Específicos

Adquirir conocimientos generales de cultivo celular y habilidades para su manipulación y planificación.

2- Entrenar en los procedimientos básicos para la realización de los procesos del cultivo in vitro, sus aplicaciones, detección y resolución de problemas.

3- Observar las normas generales de trabajo seguro en el laboratorio de cultivo celular y atender las consideraciones bioéticas según las normativas vigentes.

Contenidos Teóricos

Introducción histórica al cultivo celular. Ventajas. Desventajas. Aplicaciones. Tipos de cultivo.
Diseño del laboratorio de cultivo celular. Infraestructura y equipamiento. Áreas estériles. Niveles de seguridad. Tipos de cabinas de flujo laminar, estufas, autoclave, materiales y reactivos generales de uso común en el cultivo celular.
Trabajo en condiciones asépticas. Métodos de esterilización y desinfección. Controles físicos, químicos y biológicos de esterilización. Normas de Bioseguridad. Buenas prácticas de trabajo en sala de cultivo celular. Fuentes de contaminación, tipos, monitoreo. Conductas y procedimientos de saneamiento, prevención y tratamiento.
Biología de la célula en cultivo. Adhesión celular. Moléculas de adhesión. Ciclo celular. Proliferación celular Morfología y Viabilidad. Fases de crecimiento. Diferenciación.
Requerimientos para su crecimiento: superficies aptas para el cultivo, composición de los medios de cultivo, suplementos y aditivos, constitución de la fase gaseosa, temperatura de incubación, etc. Condiciones de cultivo. Observación al microscopio de fase invertida.
Líneas celulares continuas. Cultivo de células adherentes y de células en suspensión. Amplificación, aislamiento de clones, selección, repique, plaqueo. Métodos y condiciones de criopreservación. Bancos celulares.
Cultivos primarios. Iniciación, aislamiento, tipos.
Líneas celulares. Subcultivo y propagación. Autenticación y validación.
Caracterización de líneas celulares: genotipo, fenotipo, inmunofenotipo, morfología. Diferenciación.
Normas éticas y buenas prácticas para el trabajo con cultivos primarios humanos.
Métodos de purificación y enriquecimiento de subpoblaciones celulares. Cell sorting. Métodos físicos de separación celular basados en el tamaño celular y la velocidad de sedimentación. Separación con perlas magnéticas: diferentes estrategias de aislamiento.
Co-cultivo y cultivo en tres dimensiones. Características, tipos y aplicaciones. Matrices tridimensionales: tipos y aplicaciones. Establecimiento de líneas celulares resistentes. Preparación de líneas celulares para aplicación en diferentes metodologías.
Métodos de transfección celular.
Proliferación celular. Ensayos de citotoxicidad. Métodos para la determinación de apoptosis y necrosis celular. Ensayos de linfoproliferación frente a estímulos clásicos y alternativos. Mitógenos. Evaluación de la citotoxicidad. Marcadores de activación. Manipulación y conservación de las muestras.
Senescencia, inmortalización y transformación.
Cultivo de tipos celulares específicos. Stem cells. Progenitores y precursores celulares.

Actividades prácticas

Día 1: El laboratorio de cultivo celular. Buenas prácticas de laboratorio de cultivo y obediencia de las normas de bioseguridad. Esterilización de material. Preparación de medios de cultivo. Trabajo dentro de la cabina de flujo laminar. Identificación de contaminaciones en cultivos: bacterias, hongos y micoplasma. Cultivo de líneas celulares adherentes y en suspensión. Descongelación a partir de nitrógeno líquido.

Día 2: Tripsinización y repique de líneas celulares adherentes. Recuento celular (uso de la cámara de Neubauer), determinación de la viabilidad celular (utilizando colorantes supravitales), siembra de las células y monitoreo del cultivo. Plaqueo. Observación y seguimiento en el microscopio de fase invertida

Día 3: Confluencia de cultivos. Ensayo de viabilidad utilizando bromuro de 3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difenil tetrazolio (MTT). Ensayo de migración celular. Criopreservación de líneas celulares.

Día 4: Cultivo de células en suspensión (linfocitos humanos). Purificación de células mononucleares de sangre periférica humana mediante gradiente de centrifugación con Ficoll-Hypaque. Ensayo de proliferación linfocitaria inducida por mitógenos determinada por dilución de CFSE y citometría de flujo.

Día 5. Cultivo 3D.

Modo de evaluación:

Para poder ser evaluable se requerirá un 90% de asistencia. Se evaluará mediante prueba escrita de elecciones múltiples al final del curso e informes de actividades prácticas. La condición de aprobación será el 60% correspondiente a un 6 (seis).