Cultivo de celular II: desde la investigación básica a sus implicancias clínicas
Lugar de realización: IMBECU-CCT CONICET MENDOZA
Plantel docente:
Dra. Silvina Nadin, investigadora, IMBECU CCT CONICET Mendoza, (docente responsable). Dra. Flavia Bruna: profesional de apoyo de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza. Dra. Niubys Cayado-Gutiérrez: investigador, IMBECU-CCT CONICET Mendoza. Dr. Darío Cuello-Carrión: profesional de apoyo de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza. Dra. Mariel Fanelli: investigadora de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza. Dr. Juan Pablo Mackern: investigador de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza. Dra. Virginia Pistone: investigadora de CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza. Dra. Marcela Pizarro:, docente investigador Cát. de Química Biológica, UNCuyo. Dra. Mayra Sottile Fleury: docente Facultad de Ciencias Médicas, UNCuyo, Becaria postdoctoral INC, IMBECU CCT CONICET Mendoza. Dra. Laura Vargas Roig: investigadora de CONICET IMBECU CCT CONICET Mendoza, docente Facultad de Ciencias Médicas, UNCuyo y de la Facultad de Medicina, Universidad de Mendoza.
Colaboradores en actividades prácticas: Dra. Analía Redondo (CPA CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza). Dra. Laura Gómez (CPA CONICET, IMBECU CCT CONICET Mendoza).
Modalidad: presencial, curso teórico con prácticas demostrativas en sala de cultivo celular.
Duración, carga horaria y fecha: 5 días (lunes a viernes), 45 horas, 18 al 22 de setiembre de 2023.
Cupo de alumnos: 25 personas para actividades teórico/prácticas y hasta 15 personas más sólo para el curso teórico.
Dirigido a: estudiantes avanzados, profesionales y alumnos de postgrado de las carreras de Bioquímica, Farmacia, Ciencias Biológicas, Medicina y afines.
Contenidos:
El cultivo celular es una técnica específica que constituye una importante herramienta en la investigación, ya que brinda información relevante de procesos in vivo y de gran utilidad para la genética molecular, la virología, oncología, etc. Más aún, el uso del cultivo celular se ha extendido a nivel industrial para la generación de biofármacos, medicina regenerativa e incluso células madre. Su campo de aplicación continúa en expansión y sus implicancias presentes la convierten en una herramienta de trabajo esencial con grandes perspectivas a futuro. Este curso está dirigido a profesionales que quieran ampliar sus conocimientos sobre cultivo celular. Hará énfasis en procedimientos esenciales para el trabajo óptimo en cámaras de flujo laminar y manejo de cultivos en monocapa y en suspensión, atendiendo a las necesidades actuales del profesional o estudiante de postgrado.
Objetivos:
• Introducir a los fundamentos teóricos-prácticos de las técnicas de cultivo celular eucariota y de la biología de la célula en cultivo.
• Entrenar en los procedimientos básicos para la realización de las metodologías y sus aplicaciones.
Programa:
Contenidos Teóricos
Día 1. Lunes 18/09
1. Introducción histórica al cultivo celular. Ventajas. Desventajas. Aplicaciones. Tipos de cultivo.
2. Diseño del laboratorio de cultivo celular. Infraestructura y equipamiento. Áreas estériles. Niveles de seguridad. Tipos de cabinas de flujo laminar, estufas, autoclave, materiales y reactivos generales de uso común en el cultivo celular.
3. Trabajo en condiciones asépticas. Métodos de esterilización y desinfección. Controles físicos, químicos y biológicos de esterilización. Normas de Bioseguridad. Buenas prácticas de trabajo en sala de cultivo celular. Fuentes de contaminación, tipos, monitoreo. Conductas y procedimientos de saneamiento, prevención y tratamiento.
Día 2. Martes 19/09
4. Biología de la célula en cultivo. Adhesión celular. Moléculas de adhesión. Ciclo celular. Proliferación celular Morfología y Viabilidad. Fases de crecimiento. Diferenciación.
5. Requerimientos para su crecimiento: superficies aptas para el cultivo, composición de los medios de cultivo, suplementos y aditivos, constitución de la fase gaseosa, temperatura de incubación, etc. Condiciones de cultivo. Observación al microscopio de fase invertida.
6. Líneas celulares continuas. Cultivo de células adherentes y de células en suspensión. Amplificación, aislamiento de clones, selección, repique, plaqueo. Métodos y condiciones de criopreservación. Bancos celulares.
Día 3. Miércoles 20/09
7. Cultivos primarios. Iniciación, aislamiento, tipos.
8. Líneas celulares. Subcultivo y propagación. Autenticación y validación.
9. Caracterización de líneas celulares: genotipo, fenotipo, morfología. Diferenciación.
Día 4. Jueves 21/09
10. Métodos de purificación y enriquecimiento de subpoblaciones celulares. Cell sorting Métodos físicos de separación celular basados en el tamaño celular y la velocidad de sedimentación. Separación con perlas magnéticas: diferentes estrategias de aislamiento.
11. Co-cultivo y cultivo en tres dimensiones. Características, tipos y aplicaciones. Matrices tridimensionales: tipos y aplicaciones. Establecimiento de líneas celulares resistentes. Preparación de líneas celulares para aplicación en diferentes metodologías.
12. Métodos de transfección celular.
Día 5. Viernes 22/09
13. Proliferación celular. Ensayos de citotoxicidad. Métodos para la determinación de apoptosis y necrosis celular. Ensayos de linfoproliferación frente a estímulos clásicos y alternativos. Mitógenos. Evaluación de la citotoxicidad. Marcadores de activación. Manipulación y conservación de las muestras.
14. Senescencia, inmortalización y transformación.
15. Cultivo de tipos celulares específicos. Stem cells.
Actividades prácticas:
Día 1: El laboratorio de cultivo celular. Buenas prácticas de laboratorio de cultivo y obediencia de las normas de bioseguridad. Esterilización de material. Preparación de medios de cultivo. Trabajo dentro de la cabina de flujo laminar. Identificación de contaminaciones en cultivos: bacterias, hongos y micoplasma. Cultivo de líneas celulares adherentes y en suspensión. Descongelación a partir de nitrógeno líquido.
Día 2: Tripsinización y repique de líneas celulares adherentes. Recuento celular, determinación de la viabilidad celular (utilizando colorantes supravitales), siembra de las células y monitoreo del cultivo. Plaqueo. Observación y seguimiento en el microscopio de fase invertida.
Día 3: Confluencia de cultivos. Ensayo de viabilidad utilizando bromuro de 3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difenil tetrazolio (MTT). Ensayo de migración celular. Criopreservación de líneas celulares.
Día 4: Cultivo de células en suspensión (linfocitos humanos). Purificación de células mononucleares de sangre periférica humana mediante gradiente de centrifugación con Ficoll-Hypaque. Ensayo de proliferación linfocitaria inducida por mitógenos determinada por dilución de CFSE y citometría de flujo.
Día 5. Cultivo 3D.
Modo de evaluación:
Evaluación escrita de elecciones múltiples al final del curso. La condición de aprobación será el 60% correspondiente a un 6 (seis).
Costo: $ 22.350 (pesos argentinos) / Arancel para alumnos/as extranjeros: USS 120